Vacin and Went...

No dia 7 de Maio, sexta-feira, dirigimo-nos ao ISA, sendo que nesta sexta transplantámos os explantes para um novo meio, o meio Vacin and Went, um meio essencialmente desenvolvido para o cultivo de orquídeas in vitro.
Para este meio, em vez da habitual gelrite que usávamos para dar consistência ao meio, usámos agar, pois tendo usado a gelrite, o meio ficou mais líquido dado o pH mais baixo deste novo meio. O estado do meio Vacin and Went adicionando gelrite era o seguinte:

Com agar, o meio ficou mais espesso, tal como se verifica na seguinte foto:

Este meio era constituído por macronutrientes e micronutrientes que tínhamos pesado na semana passada.

A nível dos macronutrientes pesámos 525 mg/L de nitrato de potássio, 250 mg/L de sulfato de magnésio dihidrogenado, 250 mg/L de dihidrogenofosfato de potássio e por fim 500 mg/L de sulfato de amónio.

Quanto aos micronutrientes, pesámos 7,5 mg/L de sulfato de manganésio tetrahidrogenado e 5 mg/L de tartarato de ferro, sendo normalmente usados 28 mg/L.

No final da visita ao ISA fizemos novamente um ponto da situação relativamente aos explantes que temos, sendo que neste momento temos dez explantes da Orquídea Phalaenopsis e dois discos da orquídea Papylionaceae, pois um sofreu contaminação.

Novo meio

Voltámos ao ISA dia 23 de Abril. Desta vez, preparámos os reagentes para a elaboração de um novo meio - o meio de enraizamento, no qual esperemos que os explantes se desenvolvam melhor. Como não foi possível preparar neste dia completamente o meio, a técnica Maria João comprometeu-se a prepará-lo durante a semana seguinte, sendo que desta vez apenas pesámos os macronutrientes.

Este meio foi preparado de acordo com o livro Plant Propagation by Tissue Culture, de E.F. George and P.D. Sherrington, uma fonte de consulta bastante utilizada neste tipo de trabalhos científicos.

Os reagentes com os quais trabalhámos (pesámos e isolámos) foram o nitrato de potássio, o sulfato de manganês, o dihidrogenofosfato de monopotássio e o sulfato de amónio.

Para além disto, também decidimos colocar os explantes do género Phaleanopsis numa posição horizontal, em vez da vertical, nos respectivos meio de multiplicação. Assim, no mesmo meio de multiplicação trocámos a posição destes. Esperamos assim que, com uma maior superfície de contacto, os explantes absorvam mais nutrientes que necessitam possibilitando assim um crescimento e desenvolvimento mais rápido e eficaz.

Keep on changing!

Fomos de novo ao ISA no dia 16 de Abril para mudar os nossos explantes para um novo meio de multiplicação.

Observámos que tinha havido contaminação em três caixas com discos das orquídeas do campo (doze explantes), tendo apenas uma sido mantida (quatro explantes). As caixas contaminadas apresentavam uma espécie de algodão branco, possivelmente um fungo que se desenvolveu.

Relativamente às caixas da espécie Phaleanopsis, de modo geral não se verificou um crescimento muito acentuado dos explantes, mas antes uma variação entre crescimento pouco acentuado e um crescimento ligeiramente mais notório.

Tínhamos então quatro discos das orquídeas do campo, ainda no meio de crescimento; sete explantes no primeiro meio de multiplicação e quatro explantes no segundo meio de multiplicação da espécie Phaleanopsis.

Procedemos pois à mudança de meio de todos os explantes ficando agora com quatro explantes em terceiro meio de multiplicação, sete explantes em segundo meio de multiplicação e quatro discos em primeiro meio de multiplicação.

O que é nacional é bom...

No passado dia 5 Abril a professora Ana Caperta foi à Serra de Sintra recolher um exemplar da planta Orchis Papyliomaceae, para estudar, em paralelo com o nosso projecto, a clonagem de uma orquídea portuguesa, autóctone.
Esta é uma espécie de orquídea terrestre, sendo que o seu caule é subterrâneo.

Neste mesmo dia o exemplar foi guardado no ISA, onde posteriormente foi preparado de modo semelhante ao da instalação da orquídea Phaleanopsis.
Então, primeiramente, depois de termos cortado o exemplar de modo a ficar apenas com o tubérculo, este foi passado por água da torneira a correr, de modo a tirar a parte mais grossa da terra, evitando assim a contaminação superficial.
Em segundo lugar, o tubérculo foi colocado num gobelé cheio de água da torneira, com um elástico de modo a que a água foi vertendo pingo a pingo durante dois dia e meio.
Em terceiro lugar, procedeu-se ao corte do tubérculo em 16 discos com 0,5cm.
Em quarto lugar, esterilizou-se os explantes do mesmo modo que fizemos com a Phaleanopsis, sujeitando-os também um banho de ultra-sons.
Em quinto e último lugar instalámos os explantes em caixa contendo o meio de crescimento.

Com esta nova tentativa de clonagem esperamos obter resultados que nos permitam comparar o desenvolvimento dos explantes desta espécie com os da espécie Phaleanopsis. Contudo, não temos a certeza se os explantes da Orchis Papyliomaceae se desenvolvem a tempo de possibilitar tal comparação.

Segunda mudança de meio

Estivemos de novo no ISA no dia 19 de Março para mudança de meio dos explants instalados a 19 de Fevereiro para meio de multiplicação.

Na análise do crescimento dos explants desta data, constatámos que estes ainda não tinham crescido quase nada. O processo utilizado foi semelhante ao método recorrido na outra mudança de explants, porém desta vez retirámos a água resultante da condensação das caixas com o meio antes de instalar os explants no meio de multiplicação. Isto deve-se o facto desta água ser um veículo de contaminação, onde se podem desenvolver microrganismos.

Assim, no final da instalação dos explants no meio de multiplicação ficámos com quatro caixas, sendo três de topo (oito explants) e uma de base (três explants).

Neste dia fizemos observações quanto ao número de explants que tinham sido mantidos e os contaminados até à data.

Verificámos que do segundo meio de multiplicação em que instalámos os explants de 29 de Janeiro, nas três caixas de base que tínhamos, não se notaram sinais de infecção, mas numa das caixas um dos explants parecia um pouco contaminado.

Ao falarmos com a técnica, verificámos que a estufa do ISA tem uma temperatura de 25ºC de dia e 22ºC de noite, sendo que as plantas têm um fotoperíodo de 16h.

A mudança de meio

Na passada sexta-feira, dia 12 de Março, estivemos de novo no ISA para fazer a mudança de meio dos explants da primeira instalação para um segundo meio de multiplicação.

Estes explants, aos quais mudámos o meio, já tinham sido transferidos para um segundo meio de instalação (60mL de meio MS por caixa), no dia 22 de Fevereiro, pela técnica do ISA Maria João, permitindo assim que continuassem o seu desenvolvimento, uma vez que o novo meio fornecia mais nutrientes.

No dia 2 de Março, estes explants, até então no meio de instalação desde dia 22 de Fevereiro, foram então passados, uma vez mais pela técnica Maria João, para meio de multiplicação (ver tabela A.1. já publicada neste blog, que contêm as características do meio de multiplicação). Passaram então para o meio de multiplicação os seguintes explants:

Topo: 1cx - 2 explants apical (Ta); 1 explant basal(Tb)

Base:
- 2cxs - 5 explantes apicais (Ba)
- 2cxs - 1 explant apical(Ba); 1 explant basal (Bb)
- 1cx - 2 explants basais (Bb)

Porém, na sexta-feira passada, observámos estes explants e verificámos que a caixa que continha explants de Topo estava infectada e oxidada, estando os explants envolvidos por manchas pretas. Para além disso, foi também infectada uma caixa de Base, pelo que sobraram-nos assim 4 caixas, todas contendo explants de Base. Pensa-se que estas infecções têm origem no próprio explant, não estando associadas a erros técnicos. De um modo geral, concluímos também que os explants que se desenvolveram melhor são os de Base, de origem apical.

Procedemos então à mudança destes explants para o segundo meio de multiplicação. Este meio já tinha sido previamente preparado pela técnica Maria João e estava já distribuído por novas caixas, prontas a usar. Todo este processo foi feito na câmara de fluxo laminar, que garante a esterilização do ar onde trabalhamos, e começámos por passar os explants da primeira caixa para um erlenmeyer contendo lixívia diluída em água, deixando-os nesse recipiente durante 5 minutos, agitando de vez em quando. De seguida, com a ajuda da pinça e da lâmina e bisturi, colocámos os explants numa caixa de Petri e removemos a parte desprezável, ou seja, aquela que não constitui propriamente o meristema em desenvolvimento e que pode estar oxidada ou infectada. Posteriormente, fizemos três lavagens dos explants em água autoclavada, de modo a limpá-los. Finalmente, colocámos os explants na caixa que continha novo meio de multiplicação, fechámo-la e identificámos devidamente. Repetimos o processo para as outras três caixas.

Em relação a estes explants resta-nos esperar que se mantenham sem infecções e continuem o seu desenvolvimento.
Por outro lado, em relação aos explants resultantes da segunda instalação, de dia 19 de Fevereiro, não chegámos a mudar para o meio de multiplicação uma vez que não se tinham desenvolvido muito. Assim, o seu tamanho pouco tinha aumentado, comparando com o crescimento dos explants da primeira instalação quando se encontravam nesta mesma fase. Concluímos que talvez o banho de ultra-sons, processo mais forte que utilizámos previamente à instalação destes explants, seja a causa do atraso verificado no desenvolvimento dos mesmos.


Previamente, observações feitas dia 26 de Fevereiro, indicam que, relativamente aos explants da segunda instalação:

3 cx T - sem infecção

3 cx B - "névoa" junto ao explant

Observações feitas ainda dia 5 de Março indicam que:

3 cx T - sem infecção
1 cx B - infectada
2 cx B - mantida

Ficámos então com 5 caixas mantidas. Contudo, no passado dia 12 de Março verificámos que:

3 cx T - sem infecção
1 cx B - infectada
1 cx B - mantida

Ora, o facto de as caixas Topo terem sido todas mantidas, talvez se explique pelo facto destes meristemas de topo não terem dentro de si tantos microrganismos, fungos ou bactérias, uma vez que originalmente, na planta, se encontrem mais afastados do solo e, portanto, mais distantes de tais agentes infectantes. Será pois uma hipótese a considerar.

Here we go again...

Na passada sexta-feira, dia 19, fomos outra vez ao ISA repetir a etapa de desinfecção e instalação dos explants. Pata tal, voltámos ao horto do Campo Grande para recolher um exemplar da orquídea Phaleanopsis.

Desta vez, procedemos a uma desinfecção mais drástica - sujeitámos os meristemas a um banho de utra-sons. Ou seja, através deste processo os explants recebem micro-choques muito fortes que permitem que os fungos mais presistentes saiam pelos poros do caule.
Previamente, os explants passaram por um banho de álcool, depois, de lixívia, a fim de desinfectar de uma forma mais superficial , à semelhança do que tínhamos feito na primeira desinfecção e instalação de explants.
Assim, o "banho" de ultra-sons serviu para concluir o processo de desinfecção e garantir que não se desenvolvam fungos ou bactérias nos mesmos.

Desta vez instalámos onze explants de topo(T) e distrinuímo-los por 4 caixas, ficando três caixas com três explants cada e a outra caixa com apenas dois; e doze explants de base(B), distribuídos por quatro caixas. Assim, obtivémos um total de 23 explants instalados, distribuídos por 8 caixas:

3 caixas - 11 explants T

3 caixas - 12 explants B

Há ainda que referir que todas as caixas foram devidamente identificadas como contendo explants do topo ou da base.


Pessoalmente, acho que a repetição desta etapa de desinfecção e instalação com o novo exemplar, foi mais fácil de efectuar para todos os membros do grupo pois já estávamos mais familiarizados o protocolo, apesar da modificações nele feitas.

Por outro lado, relativamente aos explants afectados correspondentes à primeira instalação, verificámos que tinham sido contaminado por fungos. Não foi possível especificar o tipo de fungo em causa, mas concluímos que este era proveniente do próprio explant e que não tinha persistido ao processo de esterilização. Assim, a infecção ocorrida não se deveu a erros técnicos mas sim ao método do processo de descontaminação utilizado, que deveria ter sido mais forte.

Para além disso, quanto aos explants instalados pela primeira vez que se mantiveram sem nenhum tipo de contaminação, verificámos que os seus meristemas se tinham desenvolvido, crescendo cerca de 3 cm; e, ao invés, o meio de cultura tinha diminuído de volume, devido à utilização de nutrientes que nele se encontravam por parte do explant, tendo também mudado a sua cor inicial de amarelo para castanho-claro, devido à libertação de fenóis que ocorreu no interior da caixa.



Concluindo, agora resta só esperar por notícias... boas notícias, ou seja, que os explants da primeira instalação continuem com sucesso o seu desenvolvimento e os da segunda instalação não tenham sofrido contaminação! Enfim, apesar de todas as dificuldades encontradas neste projecto, o grupo tem tentado sempre contorná-las e ultrapassá-las da melhor maneira, sem deixar de ter em vista os seus objectivos.

Ups...contaminação!

Após uma semana de espera pelos resultados, no passado dia 8 de Fevereiro recebemos notícias. Contudo, não eram bem as que esperávamos... Pois é, as notícias de facto não eram boas e fomos informados pela professora Sara Amâncio que ocorreu uma infecção em metade dos nossos explantes. Assim, os resultados da experiência ficam comprometidos, porque a amostra inicial diminui significativamente.

Ora, no dia 29 de Janeiro, tínhamos preparado 3 caixas com meristemas do topo (T), correspondente a 9 explants (3 em cada caixa) e ainda 5 caixas com meristemas da base (B), correspondente de 15 explants. Assim, inserimos nos meio de cultura um total de 24 explants.

Após observações feitas nos dias 3 e 5 de Fevereiro obtivemos os seguintes resultados:

3-02-2010

Infecção com fungo: 1 caixa T
3 caixas B


Mantidas: 3 caixas T – 8 explants
5 caixas B - 12 explantes


5-02-2010

Infecção (fungo): 2 caixas T – 6 explantes (2 explants oxidados/”secos”)
2 caixas B – 3 explantes


Mantidas : 1 caixa T – 3 explantes
3 caixas B – 9 explantes

Face a este acontecimento, temos agora de efectuar a mesma etapa de esterilização e inserção dos explants no meio de cultura, utilizando duas novas plantas, que a Sara irá trazer de casa. Para além disso, iremos agora recorreu a um método de esterilização e desinfecção mais drástico, utilizando um banho de ultrasons. Esta nova etapa do nosso projecto deverá ser concretizada no dia 19 ainda deste mês.

Por outro lado, foi-nos também proposto que investigássemos e analisássemos a causa da infecção dos nossos explants - Qual a origem desta contaminação? Pensamos que se trata de uma infecção fúngica e bacteriana - Mas de que tipo de fungos e bactérias se tratam? Como reistiram à desinfecção que efectuámos? Qual será a sua origem? Serão provenientes das nossas mãos, das nossas batas ou será que, durante o procedimento, sem reparar contactámos em algo contaminado?
A fim de respondermos a estas perguntas iremos provavemente observar ao microscópio as estirpes desenvolvidas e procurar identificá-las. A partir daí, tiraremos conclusões sobre a origem destes agentes contaminantes.

Uma tarefa difícil: A Esterilização...

Na última sexta-feira, dia 29 de Janeiro, fomos fazer uma das etapas mais difíceis no nosso projecto, e que será determinante: a esterilização das orquídeas que tínhamos adquirido.

Em muitos protocolos que tínhamos visto anteriormente, até em outras espécies, esta parecia uma das tarefas mais trabalhosas pelos cuidados assépticos que requeriam.

Sem dúvida que este seria um trabalho difícil, sendo que tínhamos bem noção de que este passo poderia ser mais demorado.

Os cuidados para manter a nossa cultura fora de qualquer contaminação eram muitos: câmara de fluxo laminar, as caixas contendo o meio de cultura que tínhamos preparado na semana anterior para colocação dos explantes tinham que "selar" bem, para que não houvesse entrada de quaisquer agentes patogénicos a dificultar o desenvolvimento da micropropagação; material todo esterilizado, luvas de protecção para que não fôssemos também nós a contaminar os explantes, entre outros cuidados.

Assim, o protocolo para esta fase da experiência foi o seguinte:

Esterilização

1. Remover os 4-5 gomos apicais e 2-3 basais;

2. Imersão rápida em álcool 95%;

3. Imersão em lixívia comercial (hipoclorito de sódio NaOCl) a 20% em água – 15 a 20 min com agitação suave;

4. Isolar cada gomo com 3,5 cm de caule abaixo e 2 cm acima do gomo, tendo o cuidado de separar os gomos apicais dos basais;

5. Três lavagens em água destilada autoclavada e manter na última lavagem até à utilização.

6. Inserir os explantes na posição vertical com a porção maior do caule inserida no meio MS, colocando três explantes por caixa.

Talvez o maior problema na experiência tenha sido o facto de termos sempre que trabalhar na câmara de fluxo laminar, não transportando material para fora dessa área, para evitar contaminação.

Assim, agora esperamos que não tenha havido qualquer contaminação nos explantes!

Mãos à obra! 2ª Visita ao ISA - Preparação do meio de cultura

Na passada 6ªfeira, dia 22, fomos ao ISA fazer a primeira parte experimental do nosso projecto - a preparação do meio de cultivo. Na semana anterior, quando lá fomos pela primeira vez para tirar dúvidas e fundamentar a nossa experiência, ficámos já mais entusiasmados com o nosso projecto. Partimos da escola, um pouco duvidosos sobre como iria correr esta nossa experiência. Afinal, após tanto estudo e preparação da nossa parte, finalmente iríamos por "mãos à obra".

Chegámos então ao ISA, acompanhados desta vez pela professora Rute Reis, que iria conhecer o espaço onde o nosso grupo vai trabalhar neste período e esclarecer algumas ideias com as Prof.ª Sara Amâncio e com a investigadora Ana Caperta. Depois de nos ter sido entregue e explicado sucintamente o protocolo que iríamos seguir, fomos os três acompanhados pela técnica Maria João que nos conduziu ao laboratório onde iríamos preparar o meio de cultura.

Ora, já no laboratório, a técnica apresentou-nos o material que iríamos utilizar e explicou muito claramente as etapas que iríamos realizar. Assim, ao longo da experiência, fomos sendo acompanhados por ela, ao mesmo tempo que aprendíamos e aperfeiçoávamos algumas técnicas laboratoriais. Por outro lado, íamos sempre dividindo tarefas de modo a que todos os elementos do grupo participassem - primeiro um elemento pesava uma substância, de seguida outro media outra, e íamos sempre trocando de modo a "rodar" várias vezes.

Deparámo-nos também com novos equipamentos que nunca tínhamos visto, como as pipetas automáticas, que verificaram ser muito mais rápidas e fáceis de utilizar, em vez de usarmos a tradicional pipeta de vidro e pompete como fazemos na escola; bem como o magnete utilizado para misturar a substância preparada, que também verificou ser muito mais rápido e eficaz do que o uso da tradicional vareta.

O que efectivamente fizemos foi iniciar a primeira fase da propagação in vitro - a preparação do meio de cultura onde vai ser posteriormente feita a instalação. Fizemos este meio a partir de vários constituintes - o produto MS, uma mistura de sais, com macro e micro elementos; Vitaminas, mais especificamente a biotina, pantotenato de cálcio e riboflavina, o aminoácido cisteína; e a Sacarose. Todos os constituintes acima referidos irão servir como fonte de nutrientes para os meristemas quando estes forem instalados no meio. Para além destes constituintes adicionámos também as hormonas NAA e BA, que vão ajudar no desenvolvimento e crescimento celular; a Gelrite, que serve para dar consistência ao meio, e o PVP40T, que serve para impedir a oxidação dos fenóis (álcoois aromáticos).
Há também que referir que a água que utilizámos na preparação deste meio foi purificada no aparelho purificador " Mili Q".

Neste dia não chegámos a adicionar a sacarose e a gelrite uma vez que este meio terá de ser auto-clavado posteriormente e estes componentes só poderão ser adicionados nesse momento. Como tal, a técnica Maria João na segunda-feira, dia 22, irá adicionar por nós a sacarose e a gelrite e colocar o meio no auto-clave durante 30 min. a 121ºC, à pressão de 122MPa, para o esterilizar. Assim, na próxima sexta-feira, dia 29 já teremos o meio pronto para prosseguir com a experiência.

O protocolo utilizado foi o seguinte:

Propagação in vitro da orquídea Phalaenopsis a partir de gomos das hastes florestais

I. Preparação de meio de instalação ½ MS 22/01/2010

1. Dissolver de mistura de sais (1/2M, Duchefa, 2,2 g/L, Anexo A) em água destilada, sob agitação;
2. Adicionar Vitaminas (biotina, pantotenato de cálcio e riboflavina, ver Tabela A.1.);
3. Adicionar Hormonas (NAA, 0,5 μM; BA 2,0 μM, ver Tabela A.2. e Anexo)
4. Adicionar sacarose (20g/L); pesar para ser adicionado mais tarde
5. Ajustar o pH a 5,8;
6. Adicionar Gelrite (2g/L), pesar para ser adicionado mais tarde dissolver a quente e distribuir 50 ml por cada caixa Magenta.

Concluindo, gostámos muito de realizar esta primeira etapa da experiência, que verificou ser mais simples de efectuar do que esperávamos, ao mesmo tempo que foi feita de modo muito cuidadoso e preciso.

À procura da orquídea perfeita...

No dia 19 de Janeiro fomos os três ao Horto do Campo Grande para comprar os nossos três exemplares de Phalaenopsis.

Apoio do ISA

Na disciplina de Área de Projecto (e penso que em qualquer outro projecto) os contactos são muito importantes.

A informação não nos faltava e vontade para a analisar também não, mas quando estamos a tratar de um tema tão específico precisamos de alguma orientação.

Foi então que decidimos contactar o ISA (Instituto Superior de Agronomia) e não podia ter corrido melhor!

Quando contactámos para lá indicaram-nos logo o nome da professora a quem me devia dirigir, e depois de lhe apresentar o nosso projecto marcámos uma reunião para 15 de Janeiro.

Depois de alguns dias, a tão esperada reunião chegou. Primeiro, falámos com a Prof.ª Sara Amâncio que ensina Biotecnologia e Desenvolvimento Vegetal que juntamente com a Investigadora Ana Caperta da área da Citogenética nos deram algumas indicações a nível da espécie que devíamos utilizar, os cuidados a ter com a esterilização do material, entre outros cuidados úteis.

Assim, ficou determinado que iríamos trabalhar com três exemplares de um género, Phalaenopsis, e cinco exemplares do género Orphis, género este autóctone.

Porém, ao falarmos com as professoras concluímos que a nível experimental não teríamos condições para criar o meio asséptico essencial ao desenvolvimento das orquídeas, e por isso a parte experimental seria toda desenvolvida no ISA, em que teríamos todos os meios para esterilização do material, desenvolvimento dos explantes, entre outros aspectos.

De seguida, fomos conhecer as instalações, nomeadamente onde iríamos esterilizar todo o material.

Aí, a Prof.ª Sara Amâncio mostrou-nos o funcionamento da câmara de fluxo laminar, e os cuidados a ter, como ligar a luz ultravioleta 30 minutos antes de passar à experiência propriamente dita!

Essa câmara impedia que o ar livre de contaminações contactasse com o ar circundante.

No final da reunião ao ISA, fizemos um balanço muito positivo, pois começávamos a sentir-nos mais direccionados e contentes pela disponibilidade das professoras, que se mostraram bastante abertas às nossas dúvidas existenciais!

Assim, a próxima fase seria a preparação do meio de cultura MS, que no início de todo o trabalho era uma das principais dúvidas que tínhamos, pois não o conhecíamos e no entanto aparecia-nos em todos os protocolos relacionados com a micropropagação.

Próximo passo: preparação do meio de cultura: 22/01/2010!

O nosso projecto!

Olá people! Nós somos três alunos do 12º ano do Colégio de Santa Doroteia e juntámo-nos para formar um grupo de Área de Projecto.

Depois do brainstorming, o nosso grupo decidiu que queria fazer algo prático e que envolvesse experiências laboratoriais, porque já chega de projectos que é só pesquisar e resumir! Surgiu-nos então a ideia de trabalhar com animais, de preferência com a espécie humana, mas claro que isso seria impossível. Foi então que encontrámos uma alternativa: as plantas!

Assim surgiram-nos várias ideias relacionadas com reprodução e regeneração das plantas, principalmente relacionadas com a totipotência das células vegetais. Depois de pesquisar sobre os processos de micropropagação vegetativa vimos que informação não faltava. Durante a pesquisa encontrámos vários protocolos experimentais referentes ao cultivo de orquídeas e à sua reprodução artificial, e foi assim que percebemos que era com orquídeas que queríamos trabalhar e definimos o principal objectivo deste projecto: clonar orquídeas.

Então, sabendo que é possível formar um novo ser a partir de partes de uma planta, pensámos em criar uma cultura de clones de orquídeas originadas a partir de apenas uma, através de micropropagação vegetativa.

Orquídeas são todas as plantas que fazem parte da família Orchidaceae, pertencente à ordem Asparagales, uma das maiores famílias de plantas existentes. Apresentam muitíssimas e variadas formas, cores e tamanhos e existem em todos os continentes, excepto na Antárctida, predominando nas áreas tropicais. Sabe-se também que um único fruto de orquídea carrega centenas de milhares de sementes e que a existência de dois ou três indivíduos em cultivo pode produzir no espaço de poucos anos uma elevadíssima quantidade de plantas, tornando a ameaça de extinção desta planta muito diferente da ameaça de extinção de um animal, que produz apenas poucos filhos por gestação.

Concluindo, o estudo que queremos fazer insere-se na área da biotecnologia, visto que vamos aplicar conhecimentos científicos e tecnológicos no desenvolvimento de um organismo biológico.